Micrococcus

Micrococcus est un genre de bactéries à coloration Gram positive appartenant à la famille des Micrococcaceae, décrit pour la première fois en 1872 par Cohn[1].

Micrococcus
Micrococcus mucilaginosis
Classification
Règne Bacteria
Embranchement Actinobacteria
Classe Actinobacteria
Sous-classe Actinobacteridae
Ordre Actinomycetales
Sous-ordre Micrococcineae
Famille Micrococcaceae

Genre

Micrococcus
Cohn, 1872

Les cellules sont des coques de 0,5 à 2 µm de diamètre, souvent groupées en tétrades ou en amas irréguliers, généralement immobiles. Ce sont des bactéries aérobies, à métabolisme oxydatif, possédant une catalase, chimio-organotrophe[2]. La paroi cellulaire de Micrococcus est importante et peut faire jusqu'à 50 % de la masse cellulaire. Son génome est riche en guanine et cytosine (GC), ayant habituellement un taux de GC compris entre 65 et 75 mol%[3].

Ces bactéries ont de nombreux habitats, notamment le sol, les eaux douces, les aliments mais leur habitat primaire est la peau des mammifères[3].

Écologie et habitat

Micrococcus a été isolé de la peau humaine (et donc dans le microbiote cutané humain) et animale. La peau des mammifères est considérée, à ce jour, comme l'habitat principal de Micrococcus[3].

Peau humaine

La peau humaine est riche en microcoques. En effet, une population cutanée de Micrococcus a été retrouvée chez 96 % de 115 individus habitant dans 18 États différents des États-Unis [4], avec une très forte proportion en M. luteus (~90 % des cas)[3]. Une étude [5] a montré que les microcoques constituent 1 à 20 % de la flore aérobie totale isolée de la peau de la tête, des jambes et des bras, mais moins de 1 % de ces isolats correspond à des zones de haute densité bactérienne comme les aisselles ou les narines. Les microcoques sont cependant rarement isolés sur la peau d'enfants de moins d'un an[3].

Lorsqu'il est sur la peau humaine, Micrococcus luteus dégrade les composés de la sueur en composés à l'odeur désagréable[Lesquels ?].

Peau animale

Micrococcus a été isolé de la peau de nombreux animaux, incluant écureuils, rats, ratons-laveurs, opossums, chevaux, porcs, bovins, chiens et divers primates. L'espèce dominante est M. varians tandis que M. luteus est rarement isolé de peau non humaine [3],[6].

Sources secondaires

Les sources secondaires, c'est-à-dire contenant une faible population de ces coques, sont les produits laitiers[7], les viandes[8], la bière[9], les sols et poussières, les boues d'estuaire, l'eau de mer[10] et l'eau douce, mais également l'air. Le sol était précédemment considéré comme la source primaire des microcoques [3], cependant M. luteus meurt rapidement lorsqu'il est placé dans un sol naturel. Des observations microscopiques ont montré que la bactérie était physiquement détruite par des prédateurs de bactéries du sol, dont Streptoverticullum sp.[11],[12].

Lorsqu'ils ne sont pas détruits par des prédateurs bactériens et malgré le fait qu'ils ne forment pas de spores, les Micrococcus peuvent survivre durant un grand laps de temps. Une étude récente de Greenblat et al. a démontré qu'un M. luteus a survécu dans l'ambre entre 34 000 et 170 000 ans, voire plus, sur la base de l'étude de son ARNr 16S[13].

Dans la bière, Micrococcus kristinae forme des sédiments dans les bouteilles de bière et change les saveurs de cette dernière[3].

Pouvoir pathogène

Micrococcus est généralement considéré comme un organisme saprophyte ou commensal. Il peut cependant être un pathogène opportuniste, notamment chez les patients immunodéprimés (comme les patients infectés par le VIH)[14]. Chez ces derniers, les microcoques peuvent être impliqués dans diverses infections, notamment des bactériémies récurrentes, des chocs septiques, de l'arthrite septique, des endocardites ou encore des méningites. Dans de rares cas, la mort d'un patient immunodéprimé peut être due à une infection pulmonaire à Micrococcus.

Il peut être difficile d'identifier Micrococcus comme cause d'une infection, car il est normalement présent dans la microflore de la peau humaine et que le genre est rarement impliqué dans une infection (hormis dans les cas cités plus haut). La culture de cette bactérie dans un échantillon de sang est en général une contamination du prélèvement, sauf chez les personnes immunodéprimées ou chez les porteurs du virus VIH et étant atteints du SIDA comme cité ci-dessus.

Propriété bactérienne

Morphologie

La morphologie est la description de l'aspect, à l’œil nu ou au microscope, de la bactérie ou de ses colonies. Ces critères de morphologies permettent de déterminer vers quels genres bactériens généraux se diriger et donc déterminer les tests biochimiques et les milieux de cultures à utiliser par la suite.

Macroscopique

Colonie de M. luteus après 48h de culture à 37 °C sur milieu TSA

Les colonies sont généralement rondes, à bord régulier, de relief bombé et d'aspect lisse et brillant. Elles sont généralement pigmentées avec des nuances de jaunes ou de rouges, donnant un aspect opaque aux colonies[2].

Microscopique

Micrococcus sp. - État frais au microscope à contraste - x1250

Les bactéries du genre Micrococcus sont des coques Gram positives[Notes 1], de 0.5 à 2.0 µm de diamètre, groupées en tétrade, amas irréguliers ou éventuellement en paires. Le groupement en chaines n'est pas visible[2].
Elles sont généralement non mobiles(Micrococcus agilis et M. roseus sont mobiles) et asporulés [3],[2].

Milieux d'isolement

Les milieux d'isolement permettent de faire croître et de séparer les différents organismes présents dans un échantillon et donc de les isoler afin de pouvoir les étudier individuellement. Ces milieux peuvent contenir diverses substances inhibitrices ou chimiques, permettant alors des informations sur les micro-organismes étudiés.

Milieux généraux

La plupart des microcoques poussent sur gélose nutritive ou sur gélose P(présenté par Naylor et Burgi en 1984)[15], à 37 °C[3]. Ils sont également généralement halotolérants, poussant avec 5 % de chlorure de sodium et poussent dans une gamme de température optimale de 25 à 37 °C[2].

Les seules exceptions sont M. agilis qui est psychrophile et pousse mieux entre 22 et 25 °C, et M. halobius qui nécessite 5 % de chlorure de sodium (NaCl) pour croître dans ce type de milieu peu riche[3].

Milieux sélectifs

L'utilisation de milieux sélectifs peut permettre d'éliminer certains organismes non recherchés présents régulièrement dans les échantillons isolés.

  • Ajout d'inhibiteurs au milieu de base
    • L'utilisation de cycloheximide (50 mg/L) permet l'inhibition des moisissures (notamment pour l'isolement à partir de mammifères non humains)[3],[4],[6].
  • Milieu sélectif
    • La gélose FTO, ou gélose au nitrofurane, développée par Curry et Borobian en 1976[16], permet d'isoler les populations de microcoques (et de corynebactéries) en évitant la croissance de Staphylococcus (organismes fréquemment retrouvés sur des échantillons provenant de la peau).
    • La gélose FP, ou gélose au furazolidone, développée par Rheinbaben et Hadlok en 1981[17], permet la croissance des Micrococcus et inhibe la croissance des Staphylococcus.

Conservation

Les cultures de microcoques peuvent être stockées sur gélose nutritive au réfrigérateur (5 °C) pour 3 à 5 mois, si elles sont en tube parfaitement scellé. Elles peuvent également être stockées sur gélose nutritive, sous paraffine liquide au réfrigérateur (5 °C) durant 1 à 2 ans. La méthode la plus fiable est la lyophilisation selon la méthode standard de Kirsop et Snell[18] ou l'azote liquide[3].

Caractéristiques phénotypiques et biochimiques

Caractéristiques métaboliques

Générales

Micrococcus est un genre chimioorganotrophe[Notes 2], et possèdent un métabolisme aérobie[Notes 3] qui produit rarement (ou peu) d'acides à partir des sucres[2].

De plus, les microcoques sont catalase positifs[Notes 4], oxydase variable[Notes 5] et aérobie stricts[Notes 6],[3]. Plusieurs espèces de Micrococcus, comme M. luteus, et M. roseus, produisent des pigments caroténoïdes jaunes ou roses lorsqu'elles poussent sur des géloses contenant du mannitol.

Voici quelques composés carbonés pouvant être (ou non) oxydés, en dioxyde de carbone et en eau, par les Micrococcus[3],[19],[20],[21],[22].

Composé carbonéRéaction d'oxydation par Micrococcus
AcétatePositive
LactatePositive
PyruvatePositive
SuccinatePositive
FructosePositive
GalactosePositive
GlucosePositive
GlycérolPositive
MaltosePositive
SucrosePositive
MannitolVariable
SorbitolVariable
ArabinoseVariable
RhamnoseVariable
RiboseVariable
XyloseVariable
AmidonVariable
DulcitolNégative

Du côté enzymatique, la thymidine kinase[Notes 7] et une phosphorylase peuvent être détectées. De plus, une uridine phosphorylase, démontrant une activité faible est trouvable et l'uridine kinase n'est pas détectable[3].

Cas spécifiques

Une souche de M. luteus a montré la production de riboflavine (vitamine B2), lorsqu'elle pousse sur des polluants organiques, toxiques, comme la pyridine[23].

Les souches de M. varians et de M. kristinae peuvent pousser en anaérobie facultative et produisent alors de l'acide L-lactique à partir du glucose[3],[24].

Séparation Micrococcus / Staphylococcus

Les caractéristiques phénotypique et biochimique des microcoques et des staphylocoques sont très proches. Les plus grandes différences permettant la différenciation des genres se retrouvent au niveau de la séquence ADN, de la composition de la paroi, des acides gras présents sur la membrane et de la classe de ménaquinones (MK) produites[3]. Cependant, ces caractéristiques ne peuvent être facilement mises en exergue dans un laboratoire classique.

Il donc faut des tests spécifiques, simples et facilement mis en œuvre afin de pouvoir les séparer avec certitude. Voici quelques-uns de ces tests :

  • Production d'acide par fermentation (anaérobie) à partir du glucose[3],[25].
  • Production d'acides en culture aérobie à partir de glycérol en présence d’érythromycine à 0,4 µg/mL [3],[26]. Une étude plus récente a cependant mis en évidence que la présence d'érythromycine n'était pas obligatoire [27].
  • Croissance sur gélose au nitrofurane (gélose FTO)[16].
  • Croissance sur gélose au furazolidone (gélose FP)[3],[17].
  • Sensibilité au composé vibriostatique O129 (0,5 mg/disque) - Préférentiellement testé sur milieu Mueller-Hinton[3],[28].
  • Sensibilité à la bacitracine[29].
  • 'Sensibilité à la lysostaphine[30].

Et voici les résultats à ces tests[3] :

TestMicrococcusStaphylococcus
Fermentation lactique du glucoseGénéralement(> 70 %) négatifGénéralement positif
Acidification à partir du glycérolNégatif (sauf M. kristinae et M. roseus)Généralement positif
Résistance au O129SensibleRésistant
Résistance à la bacitracineSensibleRésistant
Résistance à la lysostaphineRésistantSensible
Croissance sur gélose FPPositifNégatif
Croissance sur gélose FTOPositifNégatif

Les souches de M. kristinae et de M. roseus productrices d'acides à partir du glycérol sont cependant facilement différenciables des Staphylococcus par leurs colonies convexes et leurs pigments caractéristiques[4].

Composition membranaire et de la paroi

La membrane cytoplasmique des Micrococcus a été particulièrement étudiée via M. luteus[3],[31].

L'acide gras majeur présent dans la membrane plasmique des microcoques est un C15 saturé avec des branchements méthyles[3],[32],[33],[34],[35],[36], tandis que les phospholipides majeurs sont la cardiolipine et le phosphatidylglycérol[3]. D'autre part, la membrane contient beaucoup de longues chaines carbonées aliphatiques de l'ordre du C22 au C33[3],[37],[38],[4]. Ils contiennent également des ménaquinones hydrogénées de type MK-7, MK-8 et MK-9[3],[39],[40],[41] et des cytochromes de type a-, b-, c- et d-[3],[42].

La membrane plasmique est également le siège des enzymes permettant la biosynthèse des phospholipides, du peptidoglycane[Notes 8] et des acides teichuroniques [Notes 9],[3],[43],[44],[45].

Les membranes de M. luteus[Notes 10] sont inhabituellement riches en mannose[46], et nombre de ces mannoses sont liés à un lipomannane succinylé[47]. De plus, une partie de ces mannoses est également retrouvée dans les glycoprotéines membranaires. Cette présence de glycoprotéines est d'ailleurs plutôt inhabituelle chez les eubactéries[3].

Caractéristiques génomiques

Ce genre possède un GC% riche, entre 65 et 75 mol%[3].

Génome

Les études de transformations[48] et d'hybridation[49] ont montré que les espèces du genre Micrococcus ne sont pas extrêmement proches[3]. Les espèces M. lulteus et M. lylae montrent une similarité de séquence de l’ordre de 40 à 50 % (dans des conditions d'association optimale), alors que M. luteus et M. kristinae ou M.lylae n'en montrent qu'entre 10 et 18 %. Cela suggère que plusieurs espèces de microcoques pourraient, sur la base de l'analyse de l'ARN ribosomique, être reclassifiées dans d'autres genres microbiens[3].

D'autre part, les analyses comparatives de son ARN ribosomique 16S, et les analyses chimiques de sa paroi, montrent qu'il est plus proche du genre Arthrobacter que d'autres genres coccoïdes comme les Staphylococcus et les Planococcus[3],[50],[51],[52]. Pour cette raison, il ne peut être inclus dans les genres Staphylococcus et Planococcus, au sein de la famille des Microccocaceae dont il fait partie.

L'ARN ribosomique de la souche type du genre, M. luteus, a été séquencée[53] et sa comparaison avec d'autres ARNr 23S bactériens a permis de construire des sondes spécifiques[54]. L'une de ces sondes (pAR28) est très spécifique et ne réagit qu'avec M. luteus et M. lylae, qui sont proches génomiquement. Tandis qu'une autre sonde (pAR27) réagit avec tous les microcoques, mais également avec le genre Arthrobacter, qui est donc proche des Micrococcus[3].

Plasmides

Dans la majorité des souches de microcoques, un pourcentage variable (7 à 55 %) de plasmides a pu être détecté[55].

La plupart des souches possédant des plasmides montrent 1 à 2 types de plasmides, ayant une taille comprise entre 1 et 100 MDa[3].

Intérêt industriel

Agro-alimentaire

Les microcoques sont utilisés dans la production de viandes fermentées, pour améliorer leurs couleurs, arômes et saveurs, et conserver leurs qualités organoleptiques[3],[8],[56],[57]. Cependant, si l'on se base sur les mises à jour de classification, la majorité des souches utilisés ont été reclassées dans les staphylocoques, en particulier Staphylococcus carnosus et occasionnellement S. xylosus[3],[58].

Les vraies microcoques utilisées dans les traitements de la viande sont des Micrococcus varians et M. kristinae (retrouvées isolées de saucisses fermentées)[3],[27].

Pharmaceutique

Des espèces de Micrococcus, plus précisément M. luteus et M. varians, sont largement utilisées pour rechercher divers antibiotiques dans des fluides corporels, la nourriture, le lait ou les préparations pharmaceutiques[3],[59],[60],[61],[62],[63].

Industrie pétrolière et environnementale

Les microcoques, comme beaucoup d'autres représentants des actinobactéries, ont un catabolisme polyvalent, avec une habilité à utiliser un large spectre de composés inhabituels, comme les pyridines, les herbicides, les biphényles chlorés ou le pétrole et dérivés[64],[65]. Ils sont probablement impliqués dans la détoxification ou la biodégradation de nombreux autres polluants environnementaux [66]. D'autres Micrococcus isolés produisent divers composés utiles, comme les hydrocarbures aliphatiques à longue chaine carbonée (C21-C34) pour les huiles lubrifiantes[3],[4],[37],[38].

Espèces appartenant au genre Micrococcus

Liste approuvée par l'IJSEM

Espèces décrites avant les années 2000

Habituellement, Micrococcus est différencié en 9 espèces différentes[2],[3]. Voici ces neuf espèces, avec leurs dates de description, leur reclassement dû aux séquences de l'ARNr 16S selon LSPN[1] :

  • Micrococcus luteus - (Schroeter 1872) Cohn 1872 (espèce type du genre)
  • Micrococcus lylae - Kloos et al. 1974[4]
  • Micrococcus varians - Migula 1900,
  • Micrococcus roseus - Flügge 1886,
    • Reclassé Kocuria rosea - (Flügge 1886) Stackebrandt et al. 1995,
  • Micrococcus agilis - Ali-Cohen 1889
    • Reclassé Arthrobacter agilis - (Ali-Cohen 1889) Koch et al. 1995,
  • Micrococcus kristinae - Kloos et al. 1974[4]
    • Reclassé Kocuria kristinae - (Kloos et al. 1974) Stackebrandt et al. 1995,
  • Micrococcus nishinomiyaensis - Oda 1935
    • Reclassé Dermacoccus nishinomiyaensis - (Oda 1935) Stackebrandt et al. 1995,
  • Micrococcus sedentarius - ZoBell & Upham 1944,
    • Reclassé Kytococcus sedentarius - (ZoBell & Upham 1944) Stackebrandt et al. 1995,
  • Micrococcus halobius - Onishi & Kamekura 1972
    • Reclassé Nesterenkonia halobia - (Onishi & Kamekura 1972) Stackebrandt et al. 1995

Traditionnellement, ces 9 espèces peuvent être différenciées rapidement. Cela à l'aide de critères simples comme la production de pigment(s) et la morphologie des colonies[4].

Par exemple, M. lylae peut être différencié de M. luteus par la production d'un pigment jaune chez M. luteus et une absence de pigment ou un pigment blanc-crème chez M. lylae, bien que ces deux espèces aient de nombreuses caractéristiques communes. D'un autre côté M. roseus est la seule espèce de Micrococcus produisant des pigments roses[3].

Espèces décrites après les années 2000

À cela s'ajoutent 7 nouvelles espèces de Micrococcus décrites après 2000[1], liste approuvée par lInternational Journal of Systematic and Evolutionary Microbiology :

  • Micrococcus antarcticus - Liu et al. 2000, sp. nov. − bactérie psychrophile de l'Antarctique
  • Micrococcus cohnii - Rieser et al. 2013, sp. nov. − isolé dans l'air
  • Micrococcus endophyticus - Chen et al. 2009, sp. nov. − isolée de la surface des racines de Aquilaria sinensis
  • Micrococcus flavus - Liu et al. 2007, sp. nov. − isolé des boues d'un bioréacteur
  • Micrococcus lactis - Chittpurna et al. 2011, sp. nov. − isolé des déchets de l'industrie laitière
  • Micrococcus terreus - Zhang et al. 2010 − isolé d'un sol de forêt
  • Micrococcus yunnanensis - Zhao et al. 2009, sp. nov. − isolé de la surface de Polyspora axillaris

Autres identifications

ITIS

Selon ITIS (20 octobre 2018)[67] :

  • Micrococcus antarcticus Liu et al., 2000
  • Micrococcus endophyticus Chen et al., 2009
  • Micrococcus flavus Liu et al., 2007
  • Micrococcus lactis Chittpurna et al., 2011
  • Micrococcus luteus (Schroeter, 1872) Cohn, 1872 emend. Wieser et al., 2002
  • Micrococcus lylae Kloos et al., 1974 emend. Wieser et al., 2002
  • Micrococcus terreus Zhang et al., 2010
  • Micrococcus yunnanensis Zhao et al., 2009

NCBI

Selon NCBI (21 octobre 2018)[68] :

  • Micrococcus aerogenes
  • Micrococcus alkanovora
  • Micrococcus aloeverae
  • Micrococcus antarcticus
  • Micrococcus chenggongense
  • Micrococcus cohnii
  • Micrococcus endophyticus
  • Micrococcus flavus
  • Micrococcus indicus
  • Micrococcus luteus
    • non-classé Micrococcus luteus CD1_FAA_NB_1
    • non-classé Micrococcus luteus J28
    • non-classé Micrococcus luteus Mu201
    • non-classé Micrococcus luteus NCTC 2665
    • non-classé Micrococcus luteus SK58
    • non-classé Micrococcus luteus str. modasa
  • Micrococcus lylae
    • non-classé Micrococcus lylae NBRC 15355
  • Micrococcus terreus
  • Micrococcus thailandicus
  • Micrococcus xinjiangensis
  • Micrococcus yunnanensis

Notes

  1. Les bactéries apparaissent violettes à l'observation microscopique après une coloration de Gram
  2. . Les bactériens chimioorganotrophes produisent leurs énergies en dégradant des composés carbonés d'origine organique
  3. . Un métabolisme aérobie utilise l'oxygène dans ces réactions de dégradations des composés utilisés
  4. La catalase est une enzyme qui dégrade le peroxyde d'hydrogène (eau oxygénée ou H2O2) est dégradé en eau (H2O) et 1/2 oxygène (O2). On observe la formation de bulles dans une goutte d'eau oxygénée lorsque l'on place des bactéries catalase positives (c'est-à-dire possédant la catalase) au sein de cette goutte
  5. L'oxydase est une enzyme cytochrome permettant d'oxyder des composés grâce à l'oxygène (O2). Lors du test bactériologique du même nom, l'oxydase réduit des composés N-méthylés du paraphénylènediamine en semi-quinone, qui donne une coloration rose-violacée au test
  6. L'oxygène est nécessaire à la croissance des bactéries aérobies strictes, son absence empêche leur croissance
  7. . C'est une enzyme phosphorylant ou déphosphorylant les thymidines
  8. C'est un constituant de la paroi bactérienne
  9. Ce sont des acides composés d'un acide uronique et d'un dérivé uronique d'acide aminé
  10. M. luteus est la souche dite type du genre Micrococcus

    Références

    1. (en) J.P Euzéby, « LSPN - Genus Micrococcus » (consulté le 27 avril 2014)
    2. (en) J.G. holt, N.R. Krieg, P.H.A. Sneath, J.T. Staley, S.T. Williams, Bergey's Manual of Determinative Bacteriology, 9th edition, Philadelphie, Lippincoot Williams & Wilkins, , 787 p. (ISBN 978-0-683-00603-2), p. 530, 542
    3. (en) M.Kocur, « The Genus Micrococcus », Prokaryotes, vol. 3, , p. 961-971 (DOI 10.1007/0-387-30743-5_37)
    4. (en) W.E. Kloos, T.G. Tornabene, K.H. Schleifer, « Isolation and characterization of micrococci from human skin, including two new species: Micrococcus lylae and Micrococcus kristinae », International Journal of Systematic Bacteriology, vol. 24, , p. 79-101 (DOI 10.1099/00207713-24-1-79)
    5. (en) W.E. Kloos, M.S. Musselwhite, « Distribution and persistence of Staphylococcus and Micrococcus species and other aerobic bacteria on human skin », Applied Microbiology, vol. 30, no 3, , p. 381-395 (PMCID PMC187193)
    6. (en) W.E. Kloos, R.J. Zimmermab, R.F. Smith, « Preliminary studies on the characterization and distribution of Staphylococcus and Micrococcus species on animal skin », Applied and Environnemental Microbiology, vol. 31, , p. 53-59 (lire en ligne)
    7. (en) Y. Abd-el-Malek, T. Gibson, « The staphylococci and micrococci of milk », Journal of Dairy Research, vol. 15, no 3, , p. 249-260 (DOI 10.1017/S0022029900005082)
    8. (en) A.G. Kitchell, « Micrococci and coagulase negative staphylococci in cured meats and meat products », Journal of Applied Bacteriology, vol. 25, no 3, , p. 416-431 (DOI 10.1111/j.1365-2672.1962.tb04754.x)
    9. (de) R. Dickscheit, « Beiträge zur Physiologie und Systematik der Pediokokken des Bieres », Zentralbl. Bakteriol. Parasitenkd. II. Abt., vol. 114, , p. 270-284, 458-471
    10. (en) C.E. ZoBell, C. Upham, « A list of marine bacteria including descriptions of sixty new species », Bulletin of Scripps Institute of Oceanography, University of California, vol. 5, , p. 239-292
    11. (en) L.E.Jr. Casida, « Death of Micrococcus luteus in soil », Applied and Environnemental Microbiology, vol. 39, no 5, , p. 1031-1034
    12. (en) « Bacterial predators of Micrococcus luteus in soil », Applied and Environnemental Microbiology, vol. 39, no 5, , p. 1035-1041
    13. (en) Greenblat, C.L., Baum, J., Klein, B.Y., Nachshon, S., Koltunov, V., Cano, R.J., « Micrococcus luteus – Survival in Amber », Microbial Ecology, vol. 48, no 1, , p. 120–127 (PMID 15164240, DOI 10.1007/s00248-003-2016-5)
    14. (en) Smith K, Neafie R, Yeager J, Skelton H, « Micrococcus folliculitis in HIV-1 disease », Br J Dermatol, vol. 141, no 3, , p. 558–61 (PMID 10583069, DOI 10.1046/j.1365-2133.1999.03060.x)
    15. H.B. Naylor, E. Burgi, « Observations on abortive infections of Micrococcus lysodeikticus with bacteriophage », Virology, vol. 2, no 5, (lire en ligne)
    16. J.C. Curry, G.E. Borovian, « Selective medium for distinguishing micrococci from staphylococci in the clinical laboratory », Journal of Clinical Microbiology, vol. 4, nos 455-457, (lire en ligne)
    17. (en) K.E. Rheinbaben, R.M. Hadlok, « Rapid distinction between micrococci and staphylococci with furazolidone agars », Antonie Van Leeuwenhoek, vol. 47, no 1, , p. 41-51 (DOI 10.1007/BF00399065)
    18. (en) B.E. Kirsop, J.J.S. Snell, Maintenance of micro-organisms., Academic Press,
    19. (en) H.J. Saz, L.O. Krampitz, « The oxidation of acetate by Micrococcus lysodeikticus », Journal of Bacteriology, vol. 67, , p. 409-418 (lire en ligne)
    20. (en) S. Rosypal, M. Kocur, « The taxonomic significance of the oxidation of carbon compounds by different strains of Micrococcus luteus », Antonie van Leeuwenhoek, vol. 29, , p. 313-318 (lire en ligne)
    21. (en) J.J. Perry, J.B. Evans, « Oxidative metabolism of lactate and acetate by Micrococcus sodonensis », Journal of Bacteriology, vol. 79, , p. 113-118 (lire en ligne)
    22. (en) J. Perry, J.B. Evans, « Oxidation and assimilation of carbohydrates by Micrococcus sodonensis », Journal of Bacteriology, vol. 91, , p. 33-38 (lire en ligne)
    23. (en) Sims GK, Sommers LE, Konopka A, « Degradation of Pyridine by Micrococcus luteus Isolated from Soil », Appl Environ Microbiol, vol. 51, no 5, , p. 963–968 (PMID 16347070, PMCID 238995)
    24. Hartinger et Schleifer - Observations non publiées
    25. (en) J.B. Evans, W.E. Kloos, « Use of shake cultures in a semisolid thioglycolate medium for differentiating staphylococci and micrococci », Applied Microbiology, vol. 23, , p. 326-331
    26. (en) K.H. Schleifer, W.E. Kloos, « A simple test system for the separation of staphylococci from micrococci », Journal of Clinical Microbiology, vol. 1, , p. 337-338 (lire en ligne)
    27. (de) U. Fisher, K.H. Schleifer, « Zum Verkommen der Gram-positiven, katalase-positiven Kokken in Rohwurst », Fleishchwirtschaft, vol. 60, , p. 1046-1051
    28. W.T. Bouvet, R. Chatelain, J.Y. Riou, « Intérêt du composé vibriostatique O/129 pour différencier les genres Staphylococcus et Micrococcus », Ann. Inst. Pasteurv, vol. 113, no B, , p. 449-453
    29. (en) D. Falk, S.J. Guering, « differenciation of Staphylococcus and Micrococcus spp. with the taxo A bacitracin disk », Journal of Clinical Microbiology, vol. 18, , p. 719-721 (lire en ligne)
    30. (en) P.H. Klesius, V.T. Schuhardt, « Use of lysostaphin in th isolation of highly polymerized deoxyribonucleic acid and in the taxonomy of aerobic Micrococcaceae », Journal of Bacteriology, vol. 95, , p. 739-743 (lire en ligne)
    31. (en) M.R.J. Salton, « Bacterial membrane proteins », Microbiol. Sciences, vol. 4, , p. 100-105
    32. (en) A.E. Girard, « A comparative study of the fatty acids of some micrococci », Canadian Journal of Microbiology, vol. 17, , p. 1503-1508 (DOI 10.1139/m71-240)
    33. (en) H. Onishi, H. Kamekura, « Micrococcus halobius sp. n. », International Journal of Bacteriology, vol. 22, , p. 233-236
    34. (en) D. Thirkell, E.M. Gray, « Variation in the lipid fatty acid composition in purified membrane fractions from Sarcina aurantiaca in relation to growth phase », Antonie Van Leeuwenhoek, vol. 40, no 1, , p. 71-78 (lire en ligne)
    35. (en) E. Jantzen, T. Bryn, K. Bøvre, « Gas chromatography of bacterial whole cell methanolysates. VI. Fatty acid composition of strains within Micrococacceae », Acta Pathologica, Microbiologica, et Immunologica Scandinavica, vol. 82B, no 6, , p. 785-798 (DOI 0.1111/j.1699-0463.1974.tb02373.x)
    36. (en) B.W. Brooks, R.G.E. Murray, J.L. Jonhson, E. Stackebrandt, C.R. Woese, G.E. Fox, « Red-pigmented micrococci:A basis for taxonomy », International Journal of Bacteriology, vol. 30, , p. 627-646
    37. (en) T.G. Tornabene, S.J. Morrison, W.E. Kloos, « Aliphatic hydrocarbon contents of various members of the family Micrococcaceae », Lipids, vol. 5, no 11, , p. 929-937 (lire en ligne)
    38. (en) S.J. Morrison, T.G. Tornabene, W.E. Kloos, « Neutral lipids in the study of the relationship of members of the family Micrococcaceae », Journal of Bacteriology, vol. 108, no 11, , p. 353-358 (lire en ligne)
    39. (en) L. Jeffries, « Menaquinone in the classification of Micrococcaceae with observations on the application of lysozyme and novobiocin sensitivity tests », International Journal of Bacteriology, vol. 19, , p. 183-187
    40. (en) L. Jeffries, M.A. Cawthorne, M. Harris, B. Cook, A.T. Diplock, « Menaquinone determination in the taxonomy of Micrococcaceae », Journal of General Microbiology, vol. 54, , p. 365-380
    41. (en) H. Yamada, T. Uwajima, H. Kumagai, M. watanabe, K. Ogata, « Crystalline tyramine oxidase from Sarcina lutea », Biochemical and Biophysical Research Communications, vol. 27, , p. 350-355 (DOI 10.1016/S0006-291X(67)80105-0)
    42. (de) A. Faller, F.Götz, K.H. Schleifer, « cytochrome patterns of staphylococci and micrococci and thier taxonomic implications », Zbl. Bakteriol. I. Abt. Orig., vol. C1, , p. 26-39
    43. (en) A.J. De Siervo, M.R. Salton, « Biosynthesis of cardiolipin in the membranes of Micrococcus lysodeikticus », Biochimical and Biophysical Acta, vol. 239, , p. 280-292 (DOI 10.1016/0005-2760(71)90174-3)
    44. (en) W. Park, M. Matsuhashi, « Staphylococcus aureus and Micrococcus luteus peptidoglycan transglycosylases that are not penicillin-binding proteins », Journal of Bacteriology, vol. 157, , p. 538-544
    45. (en) C.I. Traxler, A.S. Goustin, J.S. Anderson, « Elongation of teichuronic acid chains by a wall-membrane preparation from Micrococcus luteus », Journal of Bacteriology, vol. 150, , p. 649-656
    46. (en) P. Owen, M.R.J. Salton, « A succinylated mannan in the membrane system of Micrococcus lysodeikticus », Biochemical and Biophysical Research Communications, vol. 63, , p. 875-880 (DOI 10.1016/0006-291X(75)90649-X)
    47. (en) H. Doherty, C. Condon, P. Owen, « Resolution and in vitro glycosylation of membrane glycoproteins in Micrococcus luteus (lysodeikticus) », DEMS Microbiology Letters, vol. 15, , p. 331-336 (DOI 10.1111/j.1574-6968.1982.tb00244.x)
    48. (en) W.E. Kloos, « Transformation of Micrococcus lysodeikticus by various members of the family Micrococcaceae », Journal of General Microbiology, vol. 59, , p. 247-255 (DOI 10.1099/00221287-59-2-247, lire en ligne)
    49. (en) N. Ogasawara-Fujita, K. Sakahuchi, « Classification of micrococci on the basis of deoxyribonucleic acid homology », Journal of General Microbiology, vol. 94, , p. 97-106 (DOI 10.1099/00221287-94-1-97, lire en ligne)
    50. (en) R.M. Keddie, R.E. Buchanan, N.E. Gibbons, Bergey's Manual of determinative bacteriology, 8e ed., Williams and Wilkins, , p. 618-625
    51. (en) M. Kocur, T. Bergan, Mortensen N., « DNA base composition of Gram-positive cocci », J. Gen. Microbiol., vol. 69, , p. 167-183 (DOI 10.1099/00221287-69-2-167)
    52. (en) E.Stackebrandt, C.R. Woese, « A phylogenetic dissection of the family Micrococcaceae », Curr. Microbiol., vol. 2, no 6, , p. 317-322 (DOI 10.1007/BF02602867)
    53. (en) A. Regensburger, W. Ludwig, R. Frank, H. Blöker, K-H. Schleifer, « Complete nucleotide sequence of a 23S ribosomal RNA gene form Micrococcus luteus », Nucleic Acids, vol. 16, , p. 2344
    54. (en) A. Regensburger, W. Ludwig, K-H. Schleifer, « DNA probes with different specificities from a cloned 23S rRNA gene of Micrococcus luteus », Journal of General Microbiology, vol. 134, , p. 1197-1204
    55. (en) J.N. Mathis, W.E. Kloos, « Isolation and characterization of Micrococcus plasmids. », Current Microbiology, vol. 10, , p. 163-171
    56. (de) F.P. Niinivaara, M.S. Pohja, « Erfahrungen über die Herstellung von Rohwurst mittels einer Bakterien-reinkultur », Fleischwirtschaft, vol. 9, , p. 789-790
    57. (en) M.S. Pohja, « Micrococci in fermented meat products. Classification and description of 171 different strains », Acta Agralia Fennica, vol. 96, , p. 1-80
    58. Modèle:W.E. Kloos - Observations non publiées
    59. (en) F.W. Bowman, « Test organisms for antibiotic microbial assays », Antibiotic and Chemotherapy, vol. 7, , p. 639-640
    60. (en) J.H. Coates, A.D. Argoudelis, « Microbial transformation of antibiotics: Phosphorylation of clindamycin by Streptomyces coelicolor Müller », Journal of Bacteriology, vol. 108, , p. 459-464
    61. (en) D.C. Grove, W.A. Randall, Assay Methods of Antibiotics, vol. Antibiotics Monographs, t. 2, New York, coll. « Medical Encyclopedia »,
    62. (en) A. Kirshbaum, B. Arret, « Outline of details for assaying the commonly used antibiotics », Ant. Chem., vol. 9, , p. 613-617
    63. (en) H.J. Simon, E.J. Yin, « Microbioassay of antimicrobial agents », Applied Microbiology, vol. 19, no 4, , p. 573-579 (PMCID PMC376740)
    64. (en) Doddamani H, Ninnekar H, « Biodegradation of carbaryl by a Micrococcus species », Curr Microbiol, vol. 43, no 1, , p. 69–73 (PMID 11375667, DOI 10.1007/s002840010262)
    65. (en) Sims GK, O'loughlin EJ, « Riboflavin Production during Growth of Micrococcus luteus on Pyridine », Appl Environ Microbiol, vol. 58, no 10, , p. 3423–3425 (PMID 16348793, PMCID 183117)
    66. (en) Zhuang W, Tay J, Maszenan A, Krumholz L, Tay S, « Importance of Gram-positive naphthalene-degrading bacteria in oil-contaminated tropical marine sediments », Lett Appl Microbiol, vol. 36, no 4, , p. 251–7 (PMID 12641721, DOI 10.1046/j.1472-765X.2003.01297.x)
    67. ITIS, consulté le 20 octobre 2018
    68. NCBI, consulté le 21 octobre 2018

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